parasitologi 9
l yang hebat, mual dan demam. Kontak dengan rambut larva Lepidoptera yang terjadi di daerah leher dapat memicu kelumpuhan saraf.
Untuk mengobati keracunan, pasien diberi kodein per oral untuk mengurangi nyeri dan dilakukan kompres panas dengan amonia panas atau soda kue untuk mengurangi keluhan umum pasien .
Gambar 218. Larva Lepidoptera
(URL: http://www.funet.fi/pub/sci/bio/life/insecta}
Coleoptera
Cantharis vesicatoria yang dikenal sebagai Spanish fly yaitu salah satu spesies ordo Coleoptera yang dapat menghasilkan toksin. Toksin yang dihasilkan disebut cantharidin yang bersifat sebagai vesicating toxin. Toksin ini pernah digunakan sebagai perangsang seksual (aphrodiasic) pada kuda yang akan dikawinkan dan penyalahgunaannya pada pasien sering menimbulkan kerusakan ginjal.
Gambar 219. Cantharis vesicatoria
(Sumber: University of South Florida)
Chilopoda
Scolopendra yaitu lipan yang hidup di daerah tropis yang gigitannya dapat menimbulkan rasa sakit dengan gejala klinis lokal selama beberapa minggu. Kadang-kadang pasien mengalami pembengkakan kelenjar regional, sakit kepala, vertigo, demam dan muntah-muntah. Untuk mengurangi keluhan dan rasa sakit pasien , dapat diberikan kodein per oral disertai kompres dingin setempat atau anestesi lokal.
Gambar 220. Scolopendra
(URL:http//farm3.static.flickr.com)
PENGENDALIAN SERANGGA
Tujuan pengendalian serangga (arthropods control) yang menjadi vektor penular penyakit yaitu untuk menekan populasi vektor sampai berada di bawah batas kemampuannya menularkan penyakit dan menimbulkan epidemi. Pada pemberantasan penyakit malaria misalnya, nyamuk Anopheles tidak perlu diberantas habis, hanya diturunkan populasinya agar epidemi malaria dapat dicegah. Pengendalian dan pemberantasan serangga dapat dilakukan secara mekanis, secara biologis atau secara kimiawi.
(a). Pengendalian secara mekanis. Dengan tindakan fisik sarang atau tempat berkembang serangga biak (breeding place) dimusnahkan, misalnya dengan cara mengeringkan genangan air yang menjadi sarang nyamuk, membakar sampah yang menjadi tempat lalat bertelur dan berkembang biak, membersihkan sarang dan tempat persembunyian laba-laba, lipas, lipan, dan ektoparasit lainnya. Mencegah terjadinya kontak antara serangga dan pasien dengan menggunakan kawat nyamuk pada jendela dan jalan angin lainnya termasuk pengendalian secara mekanis.
(b). Pengendalian secara biologis. Pada pengendalian serangga secara biologis digunakan makhluk hidup yang menjadi predator atau pemangsa serangga atau menggunakan organisme yang bersifat parasitik terhadap serangga, sehingga penurunan populasi serangga terjadi secara alami tanpa menimbulkan gangguan keseimbangan ekologi lingkungan. Memelihara ikan yang menjadi predator jentik nyamuk dan melakukan sterilisasi serangga jantan dengan radiasi sehingga tidak mampu membuahi betinanya, merupakan contoh pengendalian serangga secara biologis.
Beberapa jenis organisme yang hidup parasitik pada serangga, misalnya virus, bakteri, jamur, cacing dan protozoa sudah dapat dibiakkan dan diproduksi secara komersial. Bacillus thuringiensis merupakan salah satu bakteri pengendali serangga dan Heterorhabditis yang termasuk cacing nematoda yang bersifat patogenik terhadap serangga ( Entomopathogenic nematodes) sudah diproduksi secara komersial.
(c). Pengendalian secara kimiawi. Pada waktu ini pengendalian serangga secara kimiawi menggunakan insektisida (pembunuh serangga) masih paling sering dilaksanakan sebab dalam waktu pendek dapat diproduksi dalam jumlah besar, mudah dikemas dan dikirimkan dengan cepat ke daerah tempat terjadinya epidemi penyakit yang ditularkan oleh serangga.
Insektisida
Bahan kimia yang digunakan untuk memberantas dan mengendalikan serangga ini berdasar atas stadium serangga yang menjadi targetnya dibagi menjadi imagosida untuk memberantas serangga dewasa, larvisida ditujukan terhadap larva, dan ovisida jika insektisida ditujukan untuk memberantas telur serangga.
Insektisida juga dikelompokan berdasar atas tempat masuknya ke dalam tubuh serangga, yaitu racun kontak (contact poison) yang masuk melalui kulit, racun perut (stomach poison) jika masuk melalui mulut atau alat pencernaan, dan fumigans yang masuk melalui saluran pernapasan seranggga.
Bahan kimia yang menjadi bahan dasar insektisida dapat berasal dari bahan kimia inorganik misalnya arsen dan fluorin, bahan kimia berasal dari tumbuhan misalnya piretrum dan rotenon, bahan kimia organofosfat, hidrokarbon chlorin atau bahan-bahan kimia lainnya.
Faktor-faktor dalam memilih insektisida. Untuk memberantas serangga berbagai faktor harus diperhatikan dalam menentukan jenis insektisida yang akan digunakan. Faktor-faktor tersebut yaitu faktor serangga yang menjadi target, faktor lingkungan tempat hidup serangga dan kemasan insektisida..
Faktor serangga. Faktor serangga yang menjadi target yang harus diperhatikan antara lain yaitu : (a).spesies serangga (b). stadium serangga yang akan diberantas (bentuk telur, larva atau bentuk dewasa), dan (c) sifat biologi serangga (misalnya bagaimana cara hidup, cara makan, jenis makanan yang disukai, waktu terjadinya aktivitas dalam mencari makan, sistem pernapasan, tempat berkembang biak).
Faktor lingkungan. Lingkungan harus diperhatikan agar pemberantasan serangga tidak menimbulkan pencemaran lingkungan yang merugikan kehidupan pasien dan hewan serta organisme lain yang berada di lingkungan tempat serangga hidup (misalnya di sawah, di dalam rumah, di luar rumah, atau di udara).
Kemasan insektisida. Sesuai dengan serangga yang menjadi target pemberantasan, maka kemasan insektisida disesuaikan dengan metoda penggunaannya, yaitu bentuk semprotan (spraying), bentuk pengasapan atau pengabutan (aerosol), bentuk debu (dust), bentuk granula atau bentuk umpan (baiting).
Spraying. Bentuk semprotan dilakukan untuk membunuh serangga secara langsung melalui kontak kulit. ada dua cara penyemprotan, yaitu metoda space spraying atau residual spraying. Space spraying dilakukan untuk membunuh secara langsung serangga yang terbang di udara, sedang residual spraying ditujukan pada serangga yang sedang beristirahat di tempat hinggap sesudah selesai makan. sebab itu pada residual spraying insektisida disemprotkan pada dinding, atap, lantai rumah, kandang hewan atau bangunan lainnya, tempat hinggap serangga yang menjadi tempat terjadinya kontak antara serangga dan insektisida. Insektisida yang digunakan (residual insecticide) harus bersifat stabil tidak mudah dirusak oleh iklim dan perubahan cuaca baik panas maupun dingin, dan dapat melekat dengan kuat pada permukaan tempat yang disemprot.
Aerosol. Aerosol yaitu insektisida berbentuk partikel yang sangat halus berupa asap, gas atau kabut, sehingga sesudah disemprotkan insektisida dalam waktu yang lama berada di udara. Hal ini memberi lebih besar kemungkinan terjadinya kontak antara insektisida dengan serangga target. Dalam bentuk aerosol insektisida dapat digunakan di dalam rumah maupun di luar rumah.
Debu. Insektisida berbentuk debu ini terikat pada bedak atau pyrophyllite dengan konsentrasi insektisida yang rendah, kurang dari 10%.
Granul. Insektisida bentuk granul yaitu insektisida dalam konsentrasi rendah yang dilarutkan dalam larutan inorganik misalnya attapulgit, yang digunakan untuk memberantas larva nyamuk Mansonia, larva Tabanus atau Culicoides yang hidup dibawah permukaan air di daerah rawa yang banyak ditumbuhi tanaman air.
Umpan (bait). Sebagai umpan, insektisida dicampurkan ke dalam bahan makanan yang disukai oleh serangga, misalnya kristal gula untuk memikat lalat, semut atau lipas.
Insektisida organofosfat
Titik kerja insektisida organofosfat yaitu pada neuromuscular junction saraf dan insektisida dapat masuk ke dalam tubuh serangga maupun mamalia melalui kulit, alat pencernaan maupun alat pernapasan. Beberapa contoh jenis insektisida organofosfat yang pernah digunakan yaitu parathion, methyl parathion, malathion, diazinon, dichlorvos dan abate. Insektisida organofosfat umumnya rendah daya residualnya sehingga harus sering diulang penggunaannya.
Parathion. Insektisida ini yaitu derifat fenil golongan fosfor dengan rumus 0,0-diethyl 0-p-nitrophenyl phosphorothionate. Insektisida ini dapat digunakan untuk memberantas berbagai jenis serangga, namun sangat beracun bagi mamalia dan pasien .
Malathion. Insektisida ini merupakan derifat alifatik golongan fosfor yang dapat digunakan memberantas berbagai jenis serangga. Malathion tidak terlalu toksik bagi mamalia dan pasien , tetapi bukan residual insecticide yang baik sebab mudah terurai. Selain itu berbagai jenis serangga telah kebal terhadap malathion.
Diazinon. Derifat heterosiklik dari golongan fosfor ini memiliki aktivitas residual yang baik sehingga banyak dimanfaatkan untuk memberantas nyamuk dan serangga vektor penular penyakit lainnya.
Dichlorvos atau DDVP dengan rumus 2,2-dichlorovinyl didimethyl phosphate dapat bekerja lebih lama sebab dapat diformulasikan dalam plastic resin untuk menghambat penguapan insektisida.
Temophos.. Larvisida organofosfat dengan nama dagang Abate ini banyak digunakan untuk memberantas larva nyamuk Aedes aegypti dan larva lalat yang menjadi vektor berbagai macam penyakit. Untuk mencegah penyebaran demam dengue di daerah endemis, abate digunakan untuk memberantas larva Aedes aegypti yang hidup di dalam rumah. Resistensi Aedes aegypti sudah terjadi di berbagai daerah di Brazil.
Keracunan organofosfat. Gejala keracunan insektisida organofosfat pada pasien terjadi secara akut dan mendadak, menimbulkan gejala keracunan yang ringan sampai berat. Pada keracunan yang ringan, pasien akan mengalami berkeringat berlebihan (hiperhidrosis), hipersalivasi, gangguan bernapas, sakit kepala, gangguan akomodasi otot mata, dan kejang perut. Pada pemeriksaan mata, pupil mata menyempit (miosis).
Pada keracunan berat, pasien akan mengalami diare, kencing tak terkendali, lemah badan yang berat, disertai fasikulasi otot-otot. Jika terjadi keracunan berat, dapat mengalami konvulsi, koma, atau gagal pernapasan yang memicu kematian pasien .
Tindakan keracunan organofosfat. Keracunan insektisida organofosfat diatasi dengan melakukan atropinisasi, yaitu memberikan antidotnya berupa atropin yang harus diberikan segera dengan dosis 2-4 mg secara intravena. Sesuai dengan kebutuhan, dosis dapat ditingkatkan sampai 30 mg sehingga tampak gejala-gejala terjadinya atropinisasi pada pasien .
Sesudah dilakukan atropinisasi, pasien dapat diberi oksigen dan jika perlu dapat dilakukan pernapasan buatan. jika terjadi konvulsi, dapat diberikan tridione dengan dosis 1 gram intravenous, yang dapat dinaikkan sampai 5 gram. Untuk memperkuat atropinisasi, dapat diberikan 2-PAM (pyridine-2-aldoxime) atau DAM (diacetyl monoxime).
Insektisida hidrokarbonklorin
Chlorinated hydrocarbon atau insektisida hidrokarbonklorin bersifat stabil, tidak mudah terurai oleh hujan, sinar matahari atau perubahan iklim sehingga sering digunakan sebagai insektisida redisu (residual insecticides) untuk pemakaian di luar rumah. Insektisida ini dapat diserap melalui kulit, mulut dan alat pernapasan, dan bekerja terhadap susunan saraf pusat.
DDT (Dichloro-diphenyl-trichloroethane) termasuk insektisida golongan organoklorin yang paling terkenal. Insektisida ini bekerja melalui kontak kulit terhadap berbagai jenis artropoda, memiliki daya residual yang lama waktunya dan rendah daya racunnya terhadap mamalia. Namun DDT yang stabil ini akan ditimbun di dalam jaringan tubuh pasien , misalnya di hati, dan di dalam jaringan hewan yang dikonsumsi oleh pasien , misalnya ikan. Saat ini banyak serangga yang sudah kebal (resisten) terhadap DDT. Insektisida golongan chlorinated hydrocarbon lainnya, misalnya benzene hexachloride (BHC), chlordane, lindane, aldrin,dieldrin, toxaphene dan endrin, ternyata juga tidak lagi efektif memberantas serangga.
Keracunan organoklorin. Keracunan ringan insektisida ini memicu sakit kepala, lemah badan, sukar tidur, dan mata kabur. Pada keracunan berat, misalnya termakan tidak sengaja atau bunuh diri, pasien mengalami konvulsi yang bersifat tonik-klonik, mengalami depresi, pingsan dan akhirnya meninggal dunia.
Pengobatan keracunan organoklorin. sebab tidak ada antidotnya, jika terjadi keracunan organoklorin tindakan pertama yang dilakukan yaitu dekontaminasi racun dengan misalnya membersihkan kulit pasien dari cemaran insektisida, kemudian diikuti kumbah lambung. Gejala klinis akibat pengaruh dan rangsangan terhadap susunan saraf pusat diobati dengan memberi pentobarbital, oksigen dan bila perlu pernapasan buatan.
Resistensi insektisida
Artropoda dikatakan telah kebal atau resisten terhadap suatu insektisida jika dengan dosis yang biasa digunakan, artropoda tersebut tidak dapat dibunuh. Resistensi dapat terjadi sebab berbagai sebab, yaitu sebab serangga memiliki sistem enzim yang dapat menetralisir racun insektisida, sebab adanya timbunan lemak di dalam tubuh serangga yang mampu menyerap insektisida yang masuk, dan adanya hambatan lain yang dimiliki serangga untuk mencegah masuknya dan terserapnya insektisida ke dalam tubuh serangga.
Selain faktor-faktor yang dimiliki artropoda tersebut, faktor lain yang dapat mempengaruhi terjadinya resistensi yaitu lamanya stadium serangga, generation time serangga dan kompleks genetik ( genetic complex ) artropoda.
Insektisida yang bekerja terhadap semua stadium serangga baik telur, larva, pupa maupun dewasa, akan lebih cepat menimbulkan resistensi oleh serangga dibandingkan dengan insektisida yang hanya bekerja pada satu stadium misalnya larva serangga.
Serangga yang memiliki daur hidup pendek sehingga dalam satu tahun ada banyak generasi, lebih cepat resisten terhadap suatu insektisida dibandingkan dengan serangga yang hanya memiliki satu generasi dalam satu tahun ( daur hidupnya panjang).
Semakin banyak gene serangga yang mengatur kemampuan resistensi serangga terhadap insektisida, semakin lambat terjadi resistensi. Jika jumlah gene pengatur resistensi sedikit, serangga cepat resisten terhadap insektisida.
Pembagian resistensi. Resistensi dibagi menjadi resistensi bawaan (natural resistancy) dan resistensi yang didapat( acquired resistancy)..
Resistensi bawaan. Serangga yang secara alami sensitif terhadap suatu insektisida akan menghasilkan secara alami keturunan yang juga sensitif terhadap insektisida tersebut. sedang serangga yang secara alami sudah resisten terhadap suatu insektisida, keturunannya juga akan resisten terhadap insektisida bersangkutan. Selain itu serangga yang sensitif terhadap suatu insektisida jika mengalami mutasi (yang terjadi satu kali setiap beberapa ratus atau ribu tahun) dapat berkembang menjadi serangga yang resisten terhadap insektisida tersebut.
Resistensi didapat. Akibat pemberian dosis insektisida yang di bawah dosis lethal dalam waktu yang lama, serangga target yang sebelumnya sensitif dapat menyesuaikan diri berkembang menjadi menjadi resisten terhadap insektisida tersebut.
Gambar 221. Bagan resistensi bawaan dan didapat.
Berdasar atas jenis insektisida yang tidak lagi peka terhadap serangga, resistensi dibedakan menjadi resistensi silang (cross-resistance) dan resistensi ganda (double-resistance).
Cross-resistance (Resistensi silang). Kekebalan serangga yang terjadi terhadap dua insektisida yang satu jenis atau satu seri, misalnya kebal terhadap malathion dan diazinon atau kebal terhadap DDT dan dieldrin.
Double-resistance (Resistensi ganda). Kekebalan serangga yang terjadi terhadap dua insektisida yang berbeda jenis golongannya, misalnya kebal terhadap malathion dan DDT.
Gambar 222. Bagan resistensi silang dan resistensi ganda
Jika satu jenis serangga telah resisten terhadap suatu insektisida, maka dosis insektisida harus dinaikkan. Jika dosis insektisida terus menerus dinaikkan, maka pada dosis tertentu akan dapat membahayakan kesehatan pasien dan hewan serta berdampak buruk pada lingkungan hidup. sebab itu insektisida harus diganti dengan insektisida jenis atau golongan lain atau diciptakan insektisida baru untuk memberantas serangga tersebut.
Repellent
Repelen (repellent) yaitu bahan kimia untuk menghindari gigitan dan gangguan serangga terhadap pasien . Repelen tidak membunuh serangga. Repelen dipakai dengan cara menggosokannya pada badan, atau menyemprotkannya pada pakaian. sebab itu, repelen harus memenuhi syarat tidak mengganggu pemakai, tidak lengket atau melekat, baunya menyenangkan, tidak menimbulkan iritasi kulit, tidak beracun, tidak merusak pakaian dan memiliki efek repelen yang lama.
DEET ( N,N-diethyl-m-toluamide) yaitu satu contoh repelen yang tidak berbau, tetapi menimbulkan rasa terbakar jika mengenai mata, jaringan membranous atau mengenai luka terbuka. Selain itu DEET juga merusak benda dari plastik dan bahan sintetik lainnya. DEET 20% dapat melindungi diri dari gigitan serangga selama sekitar 4 jam.
Ethyl hexanediol efeknya serupa DEET tetapi pendek waktu kerjanya. Picaridin (KBR 3023) dan minyak kayuputih (mengandung p-menthane 3,8-diol) juga digolongkan sebagai repelen. Permethrin yaitu repelen yang juga bersifat sebagai insektisida yang efektif bekerja dalam waktu lama dengan cara disemprotkan pada pakaian, kelambu, sepatu, dan tenda. Permethrin tidak boleh dioleskan langsung pada kulit.
Repelen dapat berbentuk cairan, pasta, dan sabun yang digosokkan pada kulit badan atau berupa larutan yang disemprotkan pada pakaian, sepatu, atau tenda.
Penggunaan repelen yang benar. Penggunaan repelen harus dalam jumlah secukupnya pada kulit atau pakaian, tetapi jangan digosokkan pada kulit yang berada di bawah pakaian. Repelen tidak boleh dioleskan pada kulit yang luka atau kulit yang alergi terhadap bahan repelen. Jangan menyemprotkan repelen langsung ke wajah. Semprotkan repelen pada telapak tangan, baru dioleskan hati-hati ke kulit wajah tetapi jangan sampai mengenai mata atau mulut. Minyak kayuputih sebaiknya tidak digunakan pada anak berumur di bawah 3 tahun, sedang DEET tidak digunakan pada bayi berumur kurang dari 2 bulan. Anak tidak boleh memegang repelen atau menggosokkan repelen pada badannya agar tidak termakan bahan ini atau mengenai matanya dan selalu jauhkan repelen dari jangkauan anak-anak.
Bab 5
PEMERIKSAAN LABORATORIUM
diagnosa pasti infeksi protozoa dan cacing dapat ditetapkan jika dapat ditemukan parasit penyebabnya, baik parasit dewasa atau parasit yang belum dewasa (stadium imatur). Pada protozoa dapat ditemukan bentuk trofozoit atau bentuk kista, pada cacing bentuk cacing dewasa, larva atau bentuk telurnya. sedang artropoda dapat ditemukan dalam bentuk telur, bentuk larva, nimfa, bentuk pupa, atau bentuk dewasa.
Pemeriksaan mikroskopis. Untuk memeriksa sediaan di bawah mikroskop diperlukan perlengkapan berupa mikroskop, alat-alat gelas, dan bahan-bahan lainnya sesuai dengan kebutuhan.
Mikroskop. Sesuai dengan ukuran pembesaran yang dituju, mikroskop dilengkapi dengan lensa objektif untuk pembesaran kecil maupun pembesaran besar serta lensa objektif imersi minyak (100x) dan juga lensa okuler pembesaran 5 kali dan 10 kali. Untuk memeriksa cacing dewasa dan serangga berukuran besar digunakan dissecting-microscope.
Alat gelas. Kaca benda (object-glass) dan kaca penutup (cover-glass) diperlukan untuk memudahkan melihat objek di bawah mikroskop.
Bahan lain. Kertas lensa (lenspaper), kertas pembersih, kapas, minyak imersi dan berbagai bahan lainnya disediakan sesuai dengan keperluan.
PEMERIKSAAN PROTOZOA DAN CACING
Pemeriksaan Tinja
Bahan tinja yang akan diperiksa dikumpulkan pada tempat yang bersih misalnya kotak plastik yang dapat ditutup rapat dan tidak boleh tercampur dengan air seni pasien , minyak, garam aluminium, magnesium, barium atau bismuth.
Bahan tinja yang padat (formed stools) dapat disimpan semalam di dalam kotak berisi es batu, sedang tinja cair (unformed stools), tinja berdarah atau tinja berlendir harus diperiksa segera, tidak lebih dari setengah jam sesudah dikeluarkan. Tinja berdarah atau berlendir tidak boleh didinginkan di dalam kotak es, atau dimasukkan ke dalam lemari pendingin (refrigerator) maupun lemari pembeku (freezer). Jika pemeriksaan tidak dapat dilakukan segera, misalnya sebab akan dikirim ke laboratorium yang terletak jauh dari tempat pengambilan, sebaiknya tinja diawetkan dalam larutan formalin 10% atau bahan pengawet lainnya.
Pemeriksaan langsung tinja
Tinja ditentukan kepadatannya dan dicatat adanya darah, lendir, cacing dewasa atau potongan cacing.
Pada kaca benda (object-glass) dibuat hapusan tinja dengan garam faali (physiological salt) dan hapusan tinja dengan larutan iodine (lugol).
Hapusan garam faali. Tinja sebanyak 1-2 mg tinja dicampur 1-2 tetes larutan garam faali. Dengan hapusan garam faali ini, parasit termasuk protozoa misalnya trofozoit amuba tampak hidup dan bergerak.
Hapusan tinja iodine (lugol). Sebanyak 1-2 mg tinja dicampur 1-2 tetes larutan iodine. Larutan iodine dibuat dengan membuat larutan jenuh iodine pada 1% kalium iodide, lalu disaring. Dengan pemeriksaan ini parasit mati dan tidak bergerak, sehingga memudahkan pemeriksaan morfologi kista protozoa atau telur cacing. Tinja yang telah diawetkan dalam larutan formalin dapat diperiksa langsung dengan larutan lugol.
Pemeriksaan konsentrasi tinja
Sedimentasi sederhana
Sebanyak 10 g tinja dicampur dengan air sebanyak 20x volume tinja, lalu diaduk dengan baik. Masukkan larutan tinja ke dalam gelas urinalisis, biarkan selama 1 jam
Sebanyak 2/3 volume larutan permukaan dibuang, tambahkan air lalu diaduk lagi dengan baik.
Ulangi tindakan no.2 sehingga larutan permukaan tampak jernih.
Ambillah endapan yang ada di dasar gelas dengan pipet dan diperiksa di bawah mikroskop.
Sedimentasi sederhana dengan gliserol
Campurlah tinja dengan air yang telah diberi 0.5% gliserol lalu diaduk.
Sesudah terjadi endapan, larutan permukaan dibuang, diganti dengan larutan air-gliserol, lalu diaduk dengan baik.
Sesudah terjadi endapan, ulangi prosedur no.2 sehingga larutan permukaan menjadi jernih.
Endapan yang terbentuk diperiksa di bawah mikroskop.
Metoda pemusingan sederhana
Sebanyak 3 gram tinja dicampur air sebanyak 90x volume tinja.
Larutan tinja disaring dengan 2 lapis kain kasa, lalu dimasukkan ke dalam tabung pemusing (centrifuge tube).
Tabung dipusingkan selama 1-2 menit pada kecepatan 1500-2300 rpm.
Larutan permukaan dibuang diganti dengan air, aduk dengan baik, lalu dipusingkan.
Prosedur no.3-4 diulang sebanyak dua kali.
Endapan yang terjadi diperiksa di bawah mikroskop.
Metoda pengapungan langsung (untuk menemukan telur cacing)
Tinja dicampur dengan larutan pengapung, yaitu salah satu larutan jenuh bahan di bawah ini:
Natrium Klorida ( BD 1.20)
Natrium Nitrat (BD 1.18)
Seng Sulfat (BD 1.18)
Larutan Sukrose (BD 1.20) yang dibuat dari 910 g sukrose dilarutkan dalam 1125 ml air panas. Tambahkan fenol 6.5 ml sebagai pengawet.
Prosedur:
Larutan tinja yang sudah disaring dengan kain kasa dimasukkan ke dalam tabung reaksi.
Larutan pengapung ditambahkan sampai mencapai bibir tabung.
Gelas penutup (coverglass) ditempelkan dengan hati-hati pada mulut tabung reaksi.
Sediaan yang menempel pada gelas penutup diperiksa dibawah mikroskop dengan pembesaran kecil.
Metoda pengapungan sentrifugal tak langsung (menemukan telur cacing)
Larutan tinja disaring dengan beberapa lapis kain kasa.
Larutan tinja dicampur dengan larutan garam faali jenuh yang sudah disaring, masukkan campuran ke dalam tabung pemusing.
Pusingkan pada 1000 rpm selama 5 menit.
Cairan yang ada dipermukaan tabung diambil dengan sengkelit (oser), lalu diperiksa di bawah mikroskop.
Pemeriksaan malaria dan parasit darah
(a). Pemeriksaan darah langsung
Protozoa dan cacing yang hidup di dalam darah mudah dilihat di dalam darah dengan memeriksa setetes darah yang diambil dari ujung jari atau cuping telinga yang diencerkan dengan setetes larutan garam faali pada kaca benda.. Sesudah ditutup dengan gelas penutup sediaan diperiksa di bawah mikroskop dengan pembesaran kecil untuk memeriksa mikrofilaria dan dengan pembesaran besar untuk memeriksa Trypanoszoma. Parasit mudah dilihat sebab aktif bergerak.
(b). Pemeriksaan hapusan darah
Parasit darah dapat diperiksa dengan membuat hapusan darah tebal (thick smear) atau hapusan darah tipis (thin smear) pada kaca benda, yang diwarnai dengan pewarnaan Giemsa atau pewarnaan Wright.
Pewarnaan Giemsa
Larutan induk: Bubuk zat warna Giemsa 1 g
Gliserin 66 ml
Metil alkohol, absolut, bebas aseton 66 ml
Larutan penyangga (Buffer solution): pH 7.0 :
61,1 ml M/15 Na2HPO4 ditambah 900 ml akuades atau
38,9 ml M/15 NaH2PO4.H2O2 ditambah 900 ml akuades.
Tetes tebal (thick smear) pewarnaan Giemsa
Keringkan tetesan darah tebal di udara, jangan difiksasi.
Warnai dengan larutan 1/50 Giemsa di dalam larutan bufer akuades (pH 7,0) selama 45-50 menit.
Rendam (dipping) selama 3 menit dalam bufer akuades, lalu keringkan dalam posisi vrtikal.
Hapusan darah (thin smear) Giemsa
Fiksasi hapusan darah tipis dalam metil alkohol absolut selama 30 detik
Ambil dan keringkan
Warnai dengan larutan 1/20 Giemsa di dalam larutan bufer akuades (pH 7,0) selama 45-50 menit.
Rendam dalam bufer akuades, lalu keringkan dalam posisi vertikal.
Pemeriksaan Khusus Protozoa dan Cacing
a. Menghitung telur cacing (Stolls Egg Counting)
Konsistensi tinja ditentukan lebih dahulu, yaitu formed, mushy-formed, mushy, mushy-diarrheic, diarrheic, atau watery (cair). Hasil perhitungan Telur Per Gram (TPG) dikalikan dengan nilai konversi, yaitu formed 1, mushy-formed 1.5 , mushy 2, mushy-diarrheic 3, diarrheic 4 dan watery 5.
Prosedur
Sebanyak 56 ml 0.1N NaOH (setara dengan 0.4% larutan NaOH) dimasukkan ke dalam tabung Stoll (atau Erlenmeyer yang bertanda 56 ml dan 60 ml).
Tinja dimasukkan ke dalam tabung Stoll sampai pada tanda 60 ml.
Butiran gelas (glass-beads) dimasukkan kedalam tabung lalu kocoklah tabung dengan kuat.
Menggunakan pipet Stoll ambillah 0.075 ml larutan tinja, lalu diperiksa di bawah mikroskop. Hitunglah jumlah telur cacing seluruhnya (misalnya N).
Angka Telur Per Gram (TPG) akhir diperoleh sesudah dikonversi sesuai dengan konsistensi tinja yang diperiksa, sehingga nilai akhir TPG yaitu :
Formed : 200 N
Mushy-formed: 300 N
Mushy: 400 N
Mushy-diarrheic: 600 N
Diarrheic: 800 N
Watery: 1000 N
Keterangan:
Formed: tinja normal, padat.
Mushy-formed : tinja lunak, dapat dipotong dengan lidi; meski container tempat tinja dikocok, bentuk tinja tidak mengikuti bentuk container.
Mushy: bila dikocok, bentuk tinja mengikuti bentuk container.
Mushy-diarrheic: tanpa dikocok bentuk tinja mengikuti bentuk container, tetapi tinja tak dapat dituang ke luar container.
Diarrheic: bentuk sesuai bentuk bejana, tinja dapat dituang ke luar container.
Watery (cair): sebab sangat encer, tinja bersifat seperti air.
b. Menemukan telur Enterobius (Metoda Pita Scotch)
Tempelkan bagian yang berperekat dari cellophan tape (selotip) pada daerah sekitar lubang anus. Telur cacng akan menempel pada selotip. Lakukan metoda ini pagi hari sesudah pasien bangun tidur, sebelum mandi.
Bagian yang berperekat selotip ditempelkan pada gelas objek, lalu ratakan.
Tetesi xylol atau toluene.
Dengan pembesaran kecil (10x10) sediaan diperiksa di bawah mikroskop. Telur cacing enterobius yang khas bentuknya mudah dilihat.
Sebaiknya pemeriksaan dilakukan tiga hari berturut-turut.
Pemeriksaan dahak (menemukan telur cacing Paragonimus atau larva Ascaris lumbricoides, Strongyloides stercoralis atau larva cacing tambang )
Dahak dicampur dengan larutan 3% NaOH dalam jumlah sama, lalu pusingkan dengan kecepatan tinggi.
Larutan permukaan dibuang.
Endapan diperksa di bawah mikroskop.
d. Pemeriksaan urin dan kiluria. Pemeriksaan urin ditujukan untuk menemukan telur cacing Schistosoma haematobium, sedang pemeriksaan kiluria untuk menemukan mikrofilaria Wuchereria bancrofti.
Urin porsi terakhir ditampung pada gelas sedimentasi.
Tunggu beberapa waktu agar terjadi endapan.
Endapan diambil dengan pipet , teteskan pada kaca benda lalu diperiksa di bawah mikroskop.
e. Mengisolasi nematoda dari tinja atau tanah (Metoda Baermann)
Tinja atau tanah diletakkan pada kain (cheesecloth) yang ada di atas kawat kasa.
Corong Baermann diisi air hingga menyentuh kawat kasa.
Di atas corong ditempatkan lampu sebagai sumber panas.
Keran corong dibuka untuk mengumpulkan cacing.
Gambar 223. Corong Baermann
(Sumber: K.Kionke, WormBook)
f. Konsentrasi mikrofilaria di dalam darah
Bahan pemeriksaan: darah yang telah diberi natrium sitrat.
Darah segar 5 ml dicampur dengan 1 ml natrium sitrat (2%) yang dibuat pada larutan NaCl 0.85%.
Pusingkan 1000 rpm selama 10 menit.
Endapan yang ada di dasar tabung diambil menggunakan pipet kapiler.
Usapkan endapan pada kaca benda.
Dengan mikroskop pembesaran rendah periksa sediaan untuk melihat pergerakan mikrofilaria yang masih hidup.
Bahan pemeriksaan : darah diberi heparin.
Darah vena sebanyak 4 ml dimasukkan ke dalam tabung pemusing berisi 0.01 ml larutan heparin 1%.
Sebanyak 4 ml saponin cair 2% ditambahkan dan dicampur dengan baik.
Sebanyak 5 ml larutan darah-saponin dimasukkan ke dalam tabung pemusing, lalu pusingkan pada 2000 rpm selama 10 menit.
Larutan permukaan dibuang menggunakan pipet, sisakan 2-3 tetes endapan.
Endapan diaduk, dengan pipet diambil lalu diteteskan pada kaca benda.
Di bawah mikroskop sediaan diperiksa untuk melihat adanya mikrofilaria yang masih bergerak.
Bahan pemeriksaan: darah segar.
Darah vena sebanyak 1 ml dimasukkan ke dalam tabung pemusing yang berisi 10 ml formalim 2%.
Pusingkan 1500 rpm selama 5 menit.
Ambil 1 tetes endapan, periksa di bawah mikroskop untuk melihat mikrofilaria yang telah mati.
g. Pemeriksaan mikrofilaria dalam darah ( konsentrasi dan pewarnaan)
Bahan pemeriksaan: darah segar.
Darah vena sebanyak 1 ml dicampur dengan 10 ml formalin 2% di dalam tabung pemusing.
Campuran darah-formalin didiamkan satu malam pada suhu kamar atau dipusingkan.
Larutan permukaan dibuang dengan cepat.
Endapan diambil dengan pipet kapiler, ratakan pada kaca penutup (coverglass) lalu keringkan di udara.
Sediaan yang sudah kering difiksasi dengan eter-alkohol (eter dicampur 95% alkohol dengan volume yang sama) selama 10 menit, lalu keringkan di udara.
Sediaan yang sudah terfiksasi diwarnai dengan D-hematoxylin selama 1 jam, lalu cucilah cepat dengan 0.05% HCl.
Bilas dengan air mengalir sampai sediaan berwarna biru, lalu keringkan di udara.
Dengan pembesaran kecil sediaan yang sudah ditetesi minyak imersi diperiksa di bawah mikroskop.
Membuat larutan Delafields Hematoxylin:
Bahan: 1 g kristal hematoxylin dan 10 ml etil alkohol 100%.
Kristal hematoxylin dilarutkan dalam etil alkohol.
Seluruh larutan dicampur dengan larutan aluminium kalium sulfat ( 20 g aluminium kalium sulfat dalam 200 ml akuades), lalu dipanaskan hingga mendidih.
Pada larutan ditambahkan 0.5 g merkuri oksida, aduklah selama 30 detik, lalu dinginkan dengan cepat.
Zat warna Delafields Hematoxylin dapat segera dipakai.
h. Pemeriksaan larva Trichinella spiralis dalam oto
1. Metoda kompresi otot
Jaringan otot diiris tipis diletakkan di antara dua lempeng kaca benda, lalu ditekan. Sediaan diperiksa di bawah mikroskop dengan pembesaran kecil untuk melihat kista berisi larva yang ada di dalam jaringan otot.
2. Metoda pencernaan otot
Otot yang diduga terinfeksi cacing digiling atau dicacah.
Setiap 50 g daging giling dicampur dengan larutan percerna (Campuran air 600 ml, scale pepsin 5 g dan 10 ml HCl jenuh).
Cara mencampur daging dengan larutan pencerna dengan corong Baermann.
Larutan pencerna dituang ke dalam corong sampai 1,5 cm di bawah mulut corong yang ada kawat kasa yang tertutup 4 lapis kain (cheesecloth).
Letakkan gilingan daging pada kain.
Biarkan selama 48 jam suhu 35o-370Celcius.
Keran penutup corong dibuka, larva diambil dan disimpan di dalam larutan garam faali pada suhu 30o-35oCelcius.
Larva yang hidup diperiksa di bawah mikroskop dengan hati-hati.
i. Fiksasi Nematoda
Bahan larutan untuk fiksasi:
Larutan laktofenol (Fenol 10 g , Gliserin 10,6 ml. Lactic acid 8.2 ml, Akuades 10 ml )
Larutan formalin 5-8%
Larutan gliserin-alkohol (Etil alkohol (70-80%) 96 ml dan Gliserin 4 ml)
Cara fiksasi:
Fiksasi nematoda kecil
Cacing difiksasi dalam larutan formalin hangat, lalu di simpan.
Letakkan cacing di atas kaca benda, tetesi larutan laktofenol, lalu periksa di bawah mikroskop.
(b). Fiksasi nematoda besar
Cacing hidup dimasukkan ke dalam botol berisi larutan garam faali, lalu dikocok kuat-kuat selama 3-4 menit.
Cacing dimasukkan ke dalam larutan gliserin-alkohol yang ada di dalam botol penguap (evaporated dish), lalu dipanaskan 60o Celcius.
Letakkan botol penguap di tempat panas, lalu biarkan alkohol menguap pelan-pelan.
Sebelum alkohol menguap seluruhnya, cacing diambil letakkan di atas kaca benda, lalu lekatkan dengan gliserin-jelly.
j. Fiksasi dan pewarnaan Trematoda
Bahan fiksasi:
Larutan formalin 5-8% atau
Larutan AFA yang dibuat dari:
Formalin komersial : 10 ml
Alkohol 95% : 50 ml
Glacial acetic acid : 2 ml
Akuades : 38 ml
Bahan pewarna: Semichons Acetic Carmine (SAC)
Pembuatan larutan SAC
Sebanyak 50 ml akuades dicampur dengan 50 ml acetic acid masukkan ke dalam botol.
Masukkanb bubuk carmine berlebihan ke dalam botol.
Botol ditutup dengan penutup yang dilengkapi termometer.
Botol dimasukkan kedalam penangas air (waterbath) 100oCelcius selama 15 menit.
Sesudah itu botol didinginkan sampai terjadi endapan.
Saring larutan permukaan lalu disimpan.
Cara pewarnaan Trematoda
Cacing yang ada di dalam 1% larutan garam dikocok dengan kuat selama 3 menit.
Larutan dibuang diganti dengan larutan ( 1% larutan garam + larutan fiksasi dalam volume sama), lalu dikocok kuat selama 3 menit.
Cacing diambil dimasukkan ke dalam larutan fiksasi murni selama 3-12 jam.
Cacing diambil, dipindahkan ke dalam larutan alkohol-iodin selama 12 jam. (Alkohol-iodin dibuat dengan menambahkan iodine pada alkohol 70% sampai berwarna merah anggur).
Cacing diambil dipindahkan ke dalam alkohol 70%, diamkan beberapa jam untuk melarutkan sisa iodin.
Cacing dipindahkan ke dalam pewarna SAC yang diencerkan 2x dengan akuades.
Pindahkan cacing ke dalam alkohol asam ( 70% alkohol diberi beberapa tetes HCl 1%) untuk dekolorisasi, sehingga tampak struktur cacing.
Cacing dicuci berulang kali dengan alkohol 70% sebagai proses netralisasi.
Sesudah itu cacing dipindah ke dalam larutan alkohol 85%, lalu 95% dan alkohol 100% untuk pengeringan secara bertahap, masing-masing selama 30 menit.
Cacing dilekatkan pada kaca benda dengan larutan perekat (mounting medium misalnya permount atau Canada balsam).
k. Fiksasi dan pewarnaan cestoda
Bahan fiksasi: larutan AFA (lihat fiksasi trematoda).
Bahan pewarna: larutan SAC.
Cara fiksasi dan pewarnaan:
Cacing dimasukkan dalam air dingin sehingga kontraksi cacing berhenti.
Sesudah itu cacing dimasukkan ke dalam larutan AFA.
Segmen yang dipilih dipotong dengan pisau tajam, lalu masukkan ke dalam air selama beberapa menit.
Segmen dimasukkan ke dalam larutan SAC (encerkan 2x) selama waktu tertentu sesuai dengan ukuran sediaan.
Lakukan dekolorisasi segmen dengan alkohol asam.
Segmen dicuci berulang dengan alkohol 70%.
Pengeringan bertahap dilakukan dengan alkohol 85%, 95% dan 100%, masing-masing selama 30 menit.
Sediaan cacing dilekatkan pada kaca benda menggunakan permount atau Canada balsam.
L. Pewarnaan mikrofilaria dalam darah ( Ehrlichs Hematoxylin)
Dibuat hapusan darah (thin smear) atau tetes tebal (thick smear), lalu keringkan.
Dilakukan hemolisis eritrosit pada tetes tebal menggunakan akuades selama 10 menit. Untuk thin smear tak perlu dilakukan hemolisis.
Sediaan difiksasi dengan larutan eter-alkohol (larutan eter dan etanol absolut dengan volume sama, lalu dikeringkan.
Dilakukan pewarnaan selama 15-20 menit dengan larutan Erlich-Delafields Hematoxylin dengan volume sama ( masing-masing larutan lebih dahulu diencerkan 10x dengan alkohol 35%).
Dilakukan dekolorisasi dengan alkohol asam ( alkohol 35% dan 0.1% HCl)
Sediaan dicuci dengan air alkali selama 10-15 menit.
Dilakukan pengeringan bertahap dengan alkohol 35%, 70%, 95%, 100%, lalu xylol.
Lekatkan sediaan dengan permount atau Canada balsam pada kaca benda.
Pembuatan larutan Ehrlichs Hematoxylin
Bahan:
Hematoxylin 2g
Etanol absolut 100 ml
Gliserin 100 ml
Glacial acetic acid 10 ml
Akuades 100 ml
Aluminium potassium sulfat 10g
Prosedur:
Hematoxylin dicampur dengan alkohol, lalu ditambahkan gliserin dan acetic acid.
Dibuat larutan alum dengan akuades hangat.
Tuangkan larutan alum pelan-pelan ke dalam larutan no.1 lalu diaduk-aduk.
Simpan larutan no.3 dalam botol yang bertutup longgar selama 4 minggu, sebelum digunakan sebagai stock solution.
m. Metoda biakan larva cacing (Harada-Mori)
Tujuan : membiakkan larva cacing tambang, Strongyloides stercoralis dan Trichostrongylus orientalis)
Prosedur
Sejumlah 0.5 gram tinja dioleskan pada pertengahan kertas saring berukuran 3x16 cm. 5 cm di ujung pertama kertas saring dan 1 cm di ujung lainnya jangan diolesi tinja.
Kertas saring dimasukkan ke dalam tabung reaksi (panjang 18 cm diameter 2 cm), dengan bagian tak bertinja (5cm) diletakkan di bawah tabung.
Masukkan 3 ml air ke dalam tabung reaksi.
Tutup mulut tabung dengan kertas plastik yang diikat karet gelang.
Tabung reaksi disimpan di dalam inkubator (suhu 24-28oC) selama 10 hari.
Dengan menggunakan mikroskop pembesaran kecil dasar tabung diamati untuk melihat adanya larva di dasar tabung .
Jika tampak larva, larva diambil dengan pipet bersama cairan dasar tabung, lalu diperiksa dengan mikroskop pembesaran besar untuk menentukan spesies cacing.
n. Memeriksa larva filaria pada nyamuk
Nyamuk betina yang telah lama mengisap darah dibunuh dengan kloroform, karbon tetraklorida atau asap rokok
Sesudah dibuang sayap dan kakinya, nyamuk segera dicelupkan ke dalam alkohol 35-50% lalu keluarkan
. Letakkan nyamuk di atas gelas objek di dekat satu tetes laruta garam faali.
Potong kepala nyamuk lalu letakkan di tetesan garam faali.
Kepala dan proboscis dibedah (panjang lebih dari 0.1 mm) lalu ditutup dengan coverglass untuk menemukan larva infektif.
Dada nyamuk dibedah hati-hati, di dalam tetesan garam faali pisahkan jaringannya . Sesudah ditutup dengan gelas penutup sediaan diperiksa di bawah mikroskop.
o. Uji intradermal
Trikinosis
Larutan antigen Trichinella spiralis dalam garam faali ( 1:10.000) disimpan di dalam refrigerator.
Antigen ( 1:10.000) sebanyak 0,1 ml disuntikkan intrakutan pada satu lengan, dan 0.1 ml larutan garam faali pada lengan lainnya (sebagai control).
Sepuluh menit kemudian bekas suntikan diperiksa. Uji intradermal positif jika terbentuk benjolan putih di daerah suntikan, dikelilingi daerah erimatus dengan diameter 3 cm.
Hidatidosis
Dibuat larutan antigen (1:10.000) dengan mencampur bubuk antigen dengan larutan garam faali.
0,2 ml antigen disuntikkan intradermal pada lengan atas dan 0,2 ml larutan garam faali di lengan lainnya.
Tempat suntikan diperiksa 15 menit kemudian. Jika terjadi pembengkakan berarti reaksi intradermal positif.
KOLEKSI DAN PENGAWETAN SERANGGA
Tujuan mengumpulkan dan mengawetkan serangga antara lain yaitu mempelajari morfologi serangga dengan teliti, melakukan percobaan menggunakan serangga hidup untuk mempelajari resistensi dan kepekaan insektisida, mempelajari mekanisme perkembangan mikroorganisme di dalam tubuh serangga, dan untuk memudahkan melakukan konsultasi ke pusat penelitian yang lebih lengkap..
Pengumpulan serangga
Agar usaha untuk menangkap dan mengumpulkan serangga berhasil, harus dipelajari lebih dahulu biologi serangga sehingga dapat ditentukan tempat-tempat dan waktu yang paling tepat untuk menangkap dan mengumpulkan serangga. Tempat yang tepat untuk mengadakan koleksi serangga yaitu sarang serangga yang menjadi tempat serangga berkembang biak (breeding-place) dan tempat serangga mencari makanan. Serangga yang merupakan ektoparasit pada pasien atau hewan ditangkap dan dikumpulkan dari tubuh hospes definitif atau hospes perantara tempat serangga hidup.
Waktu-waktu yang paling tepat menangkap dan mengumpulkan serangga yaitu pada saat serangga aktif bergerak mencari makanan, atau aktif melakukan kegiatan hidup lainnya. Serangga bergerak lebih aktif di musim panas pada waktu cuaca cerah, tidak hujan, dan tidak berangin. Di musim dingin atau pada waktu turun hujan, serangga sukar ditemukan sebab umumnya bersembunyi di tempat-tempat yang sukar dilihat. Serangga-serangga yang hidup siang hari sebaiknya dikoleksi pada waktu siang atau sore hari, sehingga mudah dilakukan identifikasi sementara. Serangga yang hidup malam hari dikumpulkan dengan bantuan lampu berwarna biru untuk menarik kumpulan serangga datang mendekat, sehingga mudah ditangkap.
Alat dan perlengkapan koleksi serangga
Berbagai alat perlengkapan yang diperlukan untuk menangkap dan mengumpulkan serangga yaitu :
Jaring serangga. Alat ini digunakan untuk menangkap serangga berukuran besar yang terbang, misalnya kupu-kupu;
Botol pembunuh serangga (killing-bottle). Botol bermulut lebar yang berisi bahan kimia yang dapat membunuh serangga dengan cepat. Bahan kimia dapat berbentuk cair yang mudah menguap (etil asetat, karbontetraklorida, chloroform) atau berbentuk bahan padat yang mudah menguap misalnya cyanida.
Kotak atau tempat penyimpan serangga. Serangga dewasa yang baru ditangkap sesudah dibunuh di dalam killing-bottle harus segera disimpan dalam kotak penyimpan serangga, misalnya kotak plastik tempat obat (pill-box). Untuk serangga bersayap lebar yang mudah rusak misalnya kupu-kupu, sesudah dibunuh dalam killing-bottle kupu-kupu dalam posisi sayap terentang disimpan dengan hati-hati ke dalam amplop surat, lalu amplop ditutup. Kemudian masing-masing amplop disisipkan pada halaman-halaman buku atau map.
Larutan pengawet. Larutan pengawet yang dimasukkan ke dalam flakon gelas bekas tempat obat suntik dapat digunakan untuk menyimpan beberapa jenis serangga, misalnya larva lalat, ticks, chilopoda dan serangga bertubuh lunak lainnya. Bahan pengawet yang dapat digunakan yaitu alkohol 70%-100% atau larutan formalin 4%-10%.
Forsep. Dengan alat ini serangga kecil atau serangga yang mudah rusak dapat dipegang dengan hati-hati. .
Kaca pembesar (hand-lens). Untuk menentukan jenis serangga yang ditangkap, kaca pembesar memudahkan melihat morfologinya.
Pipet. Alat ini digunakan untuk mengambil serangga yang hidup di air, misalnya larva nyamuk yang berada di dalam tempat hidupnya (breeding-place).
Aspirator pengisap debu. Tungau debu rumah (house-dust mites) mudah dikumpulkan dari debu yang berasal dari berbagai lokasi di dalam rumah, dari debu karpet, kasur atau sofa.
Perangkap sinar (light-trap). Serangga terbang yang hidup malam hari mudah dikumpulkan menggunakan perangkap sinar yang dilengkapi dengan lampu berwarna biru.
Gambar 224. New Yersey-Type Light trap
( http://entnemdept.ufl.edu)
Pengawetan serangga
Serangga dapat diawetkan melalui tiga cara, yaitu menggunakan metoda penusukan dengan jarum (pinning), membuat slide mikroskopik, atau menggunakan larutan pengawet.
a.Metoda pinning
Sebaiknya metoda ini ini dilakukan terhadap serangga yang baru ditangkap sebab tubuhnya masih lunak. Jika serangga yang sudah tersimpan lama, tubuhnya rapuh sehingga rusak jika ditusuk dengan jarum. Serangga yang sudah rapuh jika akan dipinning tubuhnya yang sudah rapuh harus dilunakkan tubuhnya lebih dahulu dengan menyimpannya di kotak lembab yang tertutup selama 24 jam. Dengan metoda pinning, morfologi normal dan alami serangga mudah dipelajari. Jarum serangga yang digunakan untuk proses pinning harus berukuran kecil, tipis, dan tidak berkarat.
Cara pinning: Pada serangga yang bertubuh lunak dan bersayap tipis, misalnya kupu-kupu, jarum ditusukkan pada pertengahan toraks dari arah dorsal (punggung) kearah ventral (perut). Untuk serangga bersayap keras misalnya Coleoptera jarum ditusukkan pada basis sayap dari arah dorsal menuju ventral.
Gambar 225. Pinning Coleoptera
(URL: http://www.cals.ncsu.edu/course/ent425)
Serangga kecil misalnya nyamuk dewasa, pinning dilakukan dengan metoda card-point pinning atau metoda minuten-pinning. Pada card-point pinning serangga dilekatkan pada ujung lancip karton berbentuk segitiga, lalu karton ditusuk dengan jarum pada basis dari segitiga. Pada metoda minuten pinning, digunakan dua jenis ukuran jarum, yaitu jarum besar untuk menusuk karton atau gabus segiempat, sedang jarum kecil untuk menusuk serangga dari arah ventral menuju dorsal. Lihat gambar. Serangga yang sudah dipinning harus diberi label yang berisi keterangan tentang nama serangga, tempat dan tanggal koleksi, nama kolektor dan keterangan lain yang dianggap perlu.
Koleksi serangga yang sudah dipinning harus disimpan di dalam kotak serangga berkaca yang tertutup rapat dan selalu kering. Sebaiknya kotak serangga diberi repellen untuk mengusir serangga perusak, dan bahan pengering (desiccator) misalnya butiran silica agar kotak tidak menjadi lembab.
Gambar 226. Tempat penusukan jarum pada serangga
( Sumber: Northern Carolina State University, Course)
b.Larutan pengawet
Serangga bertubuh lunak misalnya kupu-kupu, larva lalat, lalat, ticks, centipedes, dan millipedes dapat disimpan di dalam botol tertutup rapat yang berisi larutan pengawet. Yang dapat digunakan yaitu alkohol 70%-100% atau formalin 4%-10%. Botol penyimpan diberi label dengan keterangan yang lengkap.
c.Slide mikroskopis
Serangga berukuran sangat kecil yang untuk menentukan jenisnya harus diperiksa di bawah mikroskop harus diproses dalam bentuk slide mikroskopis. Slide dapat dibuat secara permanen atau semi-permanen.
Pembuatan slide semi permanen : Keringkan serangga lebih dahulu dengan kertas tissue, letakkan di atas gelas objek. Tetesi dengan permount atau Canada balsam, lalu tutup dengan gelas penutup (coverglass). Kemudian keringkan pada suhu kamar.
Pembuatan slide permanen
Untuk membuat slide permanen dilakukan prosedur sebagai berikut:
Proses penipisan (clearing). Masukkan serangga ke dalam larutan KOH 10% selama 1-10 jam (tergantung tebalnya pigmen kulit serangga) atau panaskan lebih dahulu KOH tetapi jangan sampai menguap.
Proses dehidrasi. Keringkan serangga secara bertahap menggunakan alkohol konsentrasi bertingkat mulai dengan alkohol konsentrasi 30%-50%-70%-90%-100%, kemudian dimasukkan ke dalam larutan xylol. Lamanya waktu pada masing-masing larutan yaitu 10 menit.
Proses mounting. Serangga yang sudah kering diletakkan pada gelas objek, lalu tetesi dengan permount atau Canada balsam, lalu tutup dengan coverglass. Keringkan pada suhu kamar atau panaskan slide pada pemanas slide (slides warming table).
DAFTAR PUSTAKA
Abercrombie,M. M.Hickman, M.L.Johnson dan M.Thain, 1997. Kamus Lengkap Biologi, Penguin, penerbit Erlangga, Jakarta.
Adam and Maegraith, 1966. Clinical and Tropical Disease, Fourth Edition. Blackwell Scientific Publication, Oxford, Edinburg.
Ahmad Ramali dan K.St.Pamoentjak1996. Kamus Kedokteran, Penerbit Jambatan, Jakarta.
Armed Forces Pest Management Board, 2006.Filth Flies. Trchnical Guide No.30.
Bangs, M.J., Sirait,S., Purnomo and Maguire, J.D. 2006. Strongyloidiasis with gastric nucosal invasion presenting with acute interstitial nephritis. Southeast Asian J. Trop.Med.Public Health, Vol.37No.4, July 2006.
Bartges J. 2001. Giardia lamblia, University of Tennessee
Beaver, P.C., Yung RC., Cup EW., 1984. Clinical Parasitology, Ninth Edition Lea Febiger, Philadelphia.
Blacklock and Southwell, 1966. A guide to Human Parasitology, 8th Edition, London, ELBS.
Brooke MM., Melvin, DM, 1969. Morphology of Diagnostic Stages of Intestinal Parasitesof Man. Public Health Service Publicatio, No. 1966.
Brown HW., 1969. Basic Clinical Parasitology, 3rd Edition, New York: Appleton-Century-Crofts.
Buckelew TP, 2007. Cestodes, California University of Pennsylvania. http://www.workforce.cup.edu/buckelew/cestodes.htm
Budiyani,L.2006. Infeksi giardia lamblia pada balita di kecamatan Jatinegara: kaitannya dengan status nutrisi. Perpustakaan Universitas Indonesia.
CDC,USA Division of Parasitic Disease, 1999. Balantidium Infection, Center for Disease Control and Prevention, National Center for Infectious Disease, USA.
CDC,USA Division of Parasitic Disease, 1999. Cyclospora infection, Center for Disease Control and Prevention, National Center for Infectious Disease, USA.
CDC,USA-DPDx, 1999. Parasites and Health: Cystoisospora belli, Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern.
CDC,USA Parasite and Health, 1992. Cercarial Dermatitis, CDC,USAMMUR; 41(14).
CDC,USA Parasite and Health, Free LivingAmebic Infection. http://www.dpd.CDC,USA.gov/dpdx
CDC,USA Parasite and Health, 2007. Parasitic Diseases, Ascaris lumbricoides, Center for Disease Control and Prevention, National Center for Infectious Disease, USA.
CDC,USA Parasite and Health, 2003. Hookworm and Strongyloides Larvae, Center for Disease Control and Prevention, National Center for Infectious Disease, USA.
CDC,USA Malaria, 1974.Identification and diagnosa of Parasites of Public Health Concern. http://www//dpd.CDC,USA.gov/dpdx.HTML/malaria.htm
Center for Health Protection , 2005. Myiasis, Hongkong Department of Health.
Chacon-Cruz,E. and Mitchell,DK., 2006. Intastinal Protozoal Disease, e-Medicine, http://www.emedicine.com/ped/topic1914.htm
Chatterjee KD. 1969. Parasitology, 7th Edition, Published by the author, Calcutta.
Class of 2005. Trypanosoma cruzi, Blackburg, Virginia: Virginia-Maryland Regional College of Veterinary Medicine.
College of Medicine, 1995. Microscopic View of the Sarcoptes scabiei, University of Iowa.
Corry Jebkucik, Martin GL, and Sortor, 2004. Common Intestinal Parasites, American Family Physician, 69(5).
Delorenzi,NA. and Navone,G.,2001. Hookworm, Necator americanu, CEPAVE, La Plata, Buenos Aires, Argentina, http://www.cdfound.to.it/HTML
Department of Dermatology,1995. Microscope View of the Sarcoptes scabiei mite, Iowa University, College of Medicine.
Departemen Kesehatan, 2004. Penggunaan Artemisinin Untuk Atasi Malaria di daerah Yang Resisten Klorokuin, Pusat Data dan Informasi, 27 April 2004.
Departemen Kesehatan R.I. Petunjuk Pemberantasan Taeniasis/Sistiserkosis di Indonesia.
Department of Health, 2007. Parasitic Diseases, Centers for Disease Control and Prevention, Atlanta, Georgia, USA.
Department of Health and Tropical Medicine, 2002. Diagnostic Parasitology Laboratory; Giardiasis. Missouri University.
Department of Pathology, 2006. Protozoa, University of Cambridge.
Desser, SS, 2000. Eimeria, Department of Zoology .University of Toronto, Canada.
Depkominfo, 2009. Indonesia masih beresiko malaria, Pusat Data Departemen Komunikasi dan Informatika.
Diagnostic Parasitology Laboratory, 2007. Dientamoeba fragilis, London School of Hygiene and Tropical Medicine.
Diagnostic Parasitology Laboratory, 2002. Giardiasis, London School of Hygiene and Tropical Medicine.
Division of of Parasitic Diseases, 2001. Ascariasis, CDC,USA, Atlanta Georgia, USA.
Division of of Parasitic Diseases, 2001.Dipylidium caninum infection, CDC,USA, Atlanta Georgia, USA.
Division of of Parasitic Diseases, 2001.Diphyllobothriasis, CDC,USA, Atlanta Georgia, USA.
Dubey,JP. and Beattie, CP..1988. Toxoplasmosis of Animals and Man. Boca Raton, Florida: CRC Press.
Faust and Russel, 1965. Craig and Fausts Clinical Parasitology, 7th Edition, Philadelphia: Lea and Febiger.
Fox,JC. 2004. Clinical Parasitology Images, OSU College of Veterinary Medicine, Oklahoma State University.
Garcia,LC.and Lynne,S.2001. Dientamoeba fragilis, Diagnostic Medical Parasitology, International Journal of Parasitology, 29, ASM Press.
Hardin, 2007. Tapeworm Pictures, Hardin Library for the Health Science, University of Iowa. http://www.lib.uiowa.edu/hardin/-/-html
Human Parasitology Tutorial, 2000. Taenia solium, Stanford University.
James and Harwood, 1971. Herms Medical Entomology, Sixth Edition, The Macmillan Company, Collier-Macmillan Ltd.
Jim Kalisch, 2003. Musca domestica, Department of Entomology University of Nebraska, Lincoln.
John Williams, 2003. Blastocystis hominis, Department of Infectious and Tropical Diseases, London School and Hygiene and Tropical Medicine.
Jul Gaffar, 2001. Cestodes (Tapeworm). Microbiology and Immunology Online, School of Medicine University of South Carolina .
Jul Gaffar, 2004. Intestinal and Luminal Protozoa. Microbiology and Immunology Online, School of Medicine University of South Carolina .
Junta Karbwang and T.Harinasuta, 1992. Handbook of Antiparasitic Drugs. Ruamtasana Co., Bangkok.
Keith,DL.and W.L.Kramer,1993. Mosquito Update for Nebraska, University of Nebraska., Lincoln, NE.
Laboratory Division Public Health Concern, 2004. Echinococcosis Fact sheet.CDC,USA DPDx., Centers for Disease Control and Prevention.
Laboratory Division Public Health Concern, 2001. Hookworm Diagnostic Findings, CDC,USA DPDx, Centers for Disease Control and Prevention.
Laboratory Division Public Health Concern, 2001. Filariasis Diagnostic Findings, CDC,USA DPDx, Centers for Disease Control and Prevention.
Laboratory Identification of Parasites of of Public Health Concern, 2002. Common Invader of the Human Body, Parasitic Image , CDC,USA-DPDx.
Laboratory Division Public Health Concern, 2001. Giardia intestinalis, CDC,USA DPDx, Centers for Disease Control and Prevention.
Marc Lontie, 2001. Planorbis and Bulinus, Medish centrum voor Huisartsen, Leuven, Belgium. http://www.cdfound.to,it/HTML/sch2.htm
Marcelo de Campos Pereira, 2001. Triatoma infestans, University of Sao Paolo, Department of Parasitology.
Mardiana dan Djarismawati 2005. Prevalensi Cacing Usus pada Murid Sekolah Dasar di Daerah Kumuh di Wilayah DKI Jakarta. Kongres dan Seminar Nasional Entomologi Kesehatan dan Parasitologi, Bandung, 18-22 Agustus 2005.
Martinez, AJH, 2001. Free living amoebas: Naegleria, Acanthamoeba and Balamothia. http://www.modares.ac.ir/elearning/Dalimi/Proto/-
MacLean,JD.,2007. Trichomonas vaginalis. Clinical Parasitology , McGill Center for Tropical Disease.
MacLean,JD.,2005. Trypanosoma cruzi. Clinical Parasitology , McGill Center for Tropical Disease.
Medical Letter Editors, 2004. Drugs for Parasitic Infections. The Medical Letter, Vol.46 (Issue 1189).
NguyenT.Chanh,006Gnathostoma,http://www.khoahoc.net/baivo/-/200706-ancasong.htm
NCID, 2001. Toxocara infection and animals.Healthy Pets Healthy People, US Department of Health and Human Services.
Owen,I.L. a.o. 2001. Focus of Human Trichinellosis in Papua New Guinea. Am.J.Trop.Med.Hyg. 65(5), 2001, 553-557.
Parasite Image Library, 2001. Cyclosporiasis, Division of Parasitic Diseases, Centers for Disease Ccntrol, Atlanta.
Parasite Image Library, 2004. Trichuriasis, Division of Parasitic Diseases, Centers for Disease Ccntrol, Atlanta.
Parasite Image Library, 2004. Heterophyasis, Division of Parasitic Diseases, Centers for Disease Ccntrol, Atlanta.
Parasitology Department, 2003. Blastocytosis, Oregon State Public Health Laboratory.
Peter Darben, 1997. Sarcoptes scabiei, Technology Clinical Parasitology Collection, Queensland University.
Redbook Online, 2003. Ascaris lumbricoides, American Academy of Pediatrics.
Richard Hunt,2004. Arthropods, Parasitology Chapter Seven, Microbiology and Immunology Online, University of South Carolina,School of Medicine.
Richardson and Kendall, 1969. Veterinary Protozoology, 3rd Edition, Oliver and Boyd Ltd, Edinburg.
Russel,RC.,1996. Mansonia, A colour photo atlas of mosquitoes of Southeastern Australia.
Sodeman Jr., WA.2001.Intestinal Protozoa:Amebas. http://www.modares.ac.ir/elearning/ Dalimi/Proto/Lecture
Soulsby, 1968. Helminths, Arthropoda, and Protozoa of Domesticated Animals, 6th Edition, London: Balliere, Tyndall and Cassel.
Sudomo, M. 2008. Penyakit parasitik yang kurang diperhatikan di Indonesia. Orasi Pengukuhan Profesor Riset Bidang Entomologi dan Moluska, 15 Januari 2008, Balitbangkes, Departemen Kesehatan R.I.
Sudomo,M. dan Sasono, M.D.P. 2007. Pemberantasan schistosomiasis di Indonesia, Bul. Penel.Kesehatan, Vol.25,No.1, 36-45, 2007.
Terazawa a., Muljono R., Susanto L.,Margono, S.S. and Konishi,E. 2003. High Toxoplasma Antibody Prevalence Among Inhabitans in Jakarta, Jpn J. Infectious Disease, 56:107-9.
Thyssen, PJ. and AX.Linhares, 2007. First decription of the Immature stages of Hemilucilia segmentaria.Biol.res 40:271-280.
Tim Clarke, 2001. Taenia saginata, Microbiology Department, Royal Hallamshire Hospital, Sheffield, UK.
Uniformed Services University of the Health Services: Diagnostic of Parasitology and Medical Zoology, USUHS, Bethesda, Maryland.
Upton, SJ. 2001. Cyclospora cayetanensis, Division of Biology, Kansas State University, Manhattan, KS.
Upton,SJ., 2001. Pediculosis, Biology Division, Kansas State University, Manhattan, KS.
Wandra, T., et al. Current Situation of Taeniasis and Cysticercosis in Indonesia.
WHO, 1991. Basic Laboratory Methods in Medical Parasitology, WHO Publication, Geneve.
WHO, 2005. The Brugia malayi, Wohlbachia DNA Sequencing Project.
WHO Expert Committe, 1985. The Control of Schistosomiasis, WHO Technical Report Series Nr. 728, World Health Organization, Geneve.
WHO Scientific Group, 1985. Arthropods borne and Rodensiat borne Viral Diseases.WHO Technical Report Series, No. 719, World Health Organization, Geneve.
WHO Expert Committee, 1978. Parasitic Zoonoses, World Health Organization, Geneve.
White,G.(Editor) 2006. Filth flies Significance , Technical GuideNo.30, Department of Entomology and Nematology, University of Florida.
Wiser, MF. 1999. Intestinal Protozoa, Department of Tropical Medicine, Tulane University.
GLOSARIUM
AIDS. Acquired immune deficiency syndrome.
Abdomen. Bagian tubuh yang berisi organ perut.
Abate. Insektisida untuk memberantas larva nyamuk Aedes aegypti yang ada di dalam rumah.
Abortus. Keguguran, terhentinya kehamilan sebelum 28 minggu.
Accole. ada di bagian tepi eritrosit.
Acetylcholine, asetilkolin. Neurotransmitter pada interneuron dan antara otot dan saraf. Aerobic, aerobik. Membutuhkan oksigen bebas.
Akariasis. Iritasi pada kulit yang ditimbulkan oleh mites.
Aksonema, Axonema. Inti mikro badan silia dan flagel.
Amastigot. Stadium tanpa flagel (aflagela) dari Leishmania.
Amuboma, Amoeboma. Jaringan granuloma yang terbentuk di usus pada amubiasis usus.
Anaerobic, anaerobik. Tidak membutuhkan oksigen bebas.
Anal swab, Usap dubur. Usapan kulit di daerah sekitar anus untuk mendapatkan telur Enterobius vermicularis.
Annoyance. Gangguan terhadap ketenangan hidup.
Anaphylaxis, anafilaksis. Bentuk reaksi hipersensitif yang berat, dapat memicu syok atau kematian pasien .
Antenna, antena. Organ indera penciuman dan peraba yang ada pada artropoda.
Appendage. Tonjolan anggota badan.
Asexual, aseksual. Reproduksi yang tidak melibatkan meiosis, produksi gamet, fertilisasi, perpindahan materi genetik, dan partenogenesis.
Autonfeksi, Autoinfection. Penularan yang dipicu oleh parasit
(misalnya Strongyloides stercoralis) yang sebelumnya sudah ada di dalam tubuh hospes.
Bintik Schuffner, Schuffner dots.. Bintik-bintik yang ada pada Plasmodium vivax stadium trofozoit bentuk amuboid yang menginfeksi sel darah merah.
Biological Control, Pengendalian Hayati. Pengendalian terhadap hama dan parasit menggunakan organisme dan atau produknya.
Biotic Factor, Faktor Biotik. Faktor organisme hidup (hewan, pasien , tumbuhan) yang mempengaruhi lingkungan hidup.
Black fever. Leismaniasis viseral atau penyakit Kala-azar. Disebut demikian sebab kulit pasien berwarna hitam akibat terjadinya hiperpigmentasi.
Black water fever. Bentuk malaria falciparum yang disertai hemolisis intravaskuler, demam dan hemoglobinuria.
Blepharoplast, Blefaroplast. Bentuk kinetoplas beberapa jenis protozoa yang merupakan inti pelengkap. Pada bentuk trofozoit protozoa, dari blefaroplas keluar lebih dari satu flagel.
Blinding filariasis. Filariasis p
.jpg)
.jpg)
